• Ordinaria:170 €
• Alumnos ULE:170 €
• Alumnos de otras universidades:170 €
• Desempleados:170 €
• Socios de ABLE o BIOMA:150 €

A continuación, se detallan los objetivos generales que ABLE y BIOMA pretenden conseguir con la realización de este curso:

a)    Proporcionar los conocimientos básicos de las técnicas de Biología Celular;

b)    Capacitar al estudiante para la realización práctica de las técnicas básicas de Biología Celular.

c)    Dar a conocer estas técnicas a estudiantes de carreras relacionadas con las Ciencias de la Vida y la Salud, que no cuenten con una formación específica en este campo.

Los objetivos específicos son:

a)    Explicar los aspectos básicos de funcionamiento de un laboratorio de investigación y buenas prácticas de laboratorio (BPLs). En particular los riesgos, normas de seguridad y realización de un cuaderno de laboratorio.

b)    Facilitar la comprensión de las bases teóricas generales de las técnicas de Biología Celular.

c)    Dar a conocer las directrices básicas de cuidado y utilización de animales con fines científicos.

d)    Enseñar las técnicas más comunes de fijación, obtención y preparación de muestras biológicas;

e)    Enseñar algunos métodos de preparación de muestras para microscopía de epifluorescencia y confocal.

f)     Enseñar el proceso de adquisición de imágenes de microscopía y el  procesamiento de las mismas.

g)    Mostrar el proceso de publicación de un artículo científico.

Los objetivos marcados tienen relación con las competencias que se pretende que adquieran los participantes:

1.    Conocer el funcionamiento básico de un laboratorio de investigación en Biología Celular, sus riesgos y normas de seguridad básicas.

2.   Conocer el objetivo y características del cuaderno de laboratorio y su importancia en el proceso de investigación.

3.  Conocer las bases teóricas de las técnicas utilizadas en el curso.

4.  Conocer la legislación vigente sobre el cuidado de animales de experimentación y las directrices básicas para el manejo de los mismos.

5.    Utilizar en la práctica, técnicas de rutina de fijación, obtención y preparación de muestras.

6.     Utilizar en la práctica, técnicas de histoquímica e inmunocitoquímica.

7.     Observar muestras mediante los microscopios de epifluorescencia y confocal.

8.     Conocer las bases del análisis de imagen

A continuación, se detalla el esquema general y provisional del curso (la siguiente relación no pretende ser un plan de las actividades que se realizarán cada día, sino el conjunto de actividades a realizar que, en muchos casos, se solaparán entre sí):

1)                Manipulación de animales, necropsias, preparación de fijadores y métodos de fijación, obtención de muestras. Normas de registro anotado de datos. Buenas prácticas de laboratorio (BPLs). Riesgo y seguridad en el laboratorio. Hojas de datos de seguridad (MSDS). Duración: 6 horas.

2)                Obtención de secciones mediante criostato y microtomo de congelación. Técnicas histoquímicas e histoenzimáticas. Tinciones de rutina en biología celular. Duración: 7 horas.

3)                Inmunocitoquímica. Técnica de secciones libres flotantes. Preparación e incubación con anticuerpos primarios para su detección mediante peroxidasa e inmunofluorescencia. Parte 1. Marcado con el anticuerpo primario. Duración: 5 horas.

4)                Inmunocitoquímica. Técnica de secciones libres flotantes. Preparación e incubación con anticuerpos primarios para su detección mediante peroxidasa e inmunofluorescencia. Parte 2: El marcado con el anticuerpo secundario y su detección. Duración: 4 horas.

5)                Observación en microscopía de campo claro, epifluorescencia y confocal. Captura de imágenes. Duración: 3 horas.

6)                Análisis mediante “Image J”. Cuantificación estereológica y densitométrica. Duración: 3 horas.

7)                El proceso de publicación de artículos científicos en revistas con revisión por pares. Duración: 2 horas.

8)                Análisis de los datos obtenidos y evaluación de los conocimientos. Duración: 20 horas.

1) Animal handling, necropsies, sampling, preparing and fixing tissues. Recording data. Good laboratory practices (GLPs). Recording observations. Risk and safety in the laboratory. Material safety data sheets (MSDS). 6 hours.

2) Obtaining sections with cryostat and freezing microtome. Histochemical and histoenzymatic techniques. Routinary staining in cell biology. 7 hours.

3) Immunocytochemistry. Free floating sections immunocytochemistry. Peroxidase and immunofluorescence methods. Part 1. The labeling with the primary antibody. 5 hours.

4) Immunocytochemistry. Free floating sections immunocytochemistry. Peroxidase and immunofluorescence methods. Part 2. Labeling and detection with the secondary antibody. 4 hours.

5) Observation in light, epifluorescence and confocal microscopes. Image capture. 3 hours.

6) Analysis image with Image J. Stereologic and densitometric quantification. 3 hours.

7) Publishing research papers in peer reviewed journals. 2 hours.

8) Data analysis and evaluation. 20 hours.

CRITERIOS DE EVALUACIÓN:

Los alumnos realizarán pruebas de tipo test en la plataforma Moodle (20-50 preguntas) sobre cada una de las competencias especificadas en los objetivos.

Se tiene que obtener un mínimo de 75% de preguntas correctas en cada test para superar el curso.

1.    Departamento de Biología Molecular de la Universidad de León. 

2.    Departamento de Medicina, Cirugía y Anatomía Veterinarias de la Universidad de León.