A continuación, se detallan los objetivos generales que se pretenden en la realización de este curso:

1) Proporcionar los conocimientos básicos de técnicas de Biología Celular.

2) Capacitar al estudiante para la realización de técnicas básicas de Biología Celular.

3) Dar a conocer estas técnicas a estudiantes de carreras relacionadas con las ciencias de la vida y la salud, que no cuenten con una formación específica en este campo.

Los objetivos específicos son:

a) Explicar los aspectos básicos de funcionamiento de un laboratorio de investigación y buenas prácticas  de laboratorio (BPLs). Se pretende proporcionar formación sobre los riesgos y normas de seguridad en un laboratorio y realización de un cuaderno de laboratorio.

b) Facilitar la comprensión de las bases teóricas generales de las técnicas en Biología Celular. 

c) Dar a conocer las directrices básicas de cuidado y utilización de animales con fines científicos y su aplicación en dos modelos experimentales de ictus.

d) Enseñar las técnicas más comunes de fijación, obtención y preparación de muestras biológicas. 

e) Enseñar al estudiante algunos  métodos de preparación de muestras para microscopía de fluorescencia y confocal.

f) Enseñar el proceso de adquisición de imágenes de microscopía y el procesado de las mismas.

Los objetivos marcados pretenden que los alumnos adquieran las siguientes competencias:

1) Conocer el funcionamiento de un laboratorio de investigación en Biología Celular, los riesgos y las  normas de seguridad básicos.

2) Conocer el objetivo y características del cuaderno de laboratorio y su importancia en el proceso de investigación.

3) Conocer las bases teóricas de las técnicas utilizadas en el curso.

4) Conocer la legislación vigente sobre el cuidado de animales de experimentación y las directrices básicas para el manejo de los mismos.

5) Utilizar en la práctica técnicas de rutina de fijación, obtención y preparación de muestras.

6) Utilizar en la práctica técnicas de histoquímica e inmunocitoquímica.

7) Observar muestras mediante el microscopio confocal y otros microscopios de fluorescencia.

8) Conocer las bases del análisis de imagen.

9) Opcionalmente realizar un informe profesional.

A continuación, se detalla el esquema general del curso (la siguiente relación no pretende ser un plan de las actividades que se realizarán cada día, sino el conjunto de actividades a realizar que, en muchos casos, se solaparán entre sí).

1) Manipulación de animales, necropsias, preparación de fijadores y métodos de fijación, obtención de muestras. Normas de registro anotado de datos. Buenas prácticas de laboratorio (BPLs). Riesgo y seguridad en el laboratorio. Hojas de datos de seguridad (MSDS). Duración: 5 horas.

2) Obtención de secciones mediante criostato y microtomo de congelación. Técnicas histoquímicas e histoenzimáticas. Tinciones de rutina en biología celular. Modelos experimentales de ictus. Evaluación de la mortalidad celular. Duración: 10 horas.

3) Inmunocitoquímica. Parte 1. Técnica de secciones libres flotantes. Preparación e incubación con anticuerpos primarios para su detección mediante peroxidasa e inmunofluorescencia: Marcado con el anticuerpo primario. Duración: 6 horas. 

4) Inmunocitoquímica. Parte 2. Técnica de secciones libres flotantes. Preparación e incubación con anticuerpos primarios para su detección mediante peroxidasa e inmunofluorescencia: El marcado con el anticuerpo secundario y su detección. Duración: 6 horas.

5) Observación en microscopía de campo claro, confocal y otros microscopios de fluorescencia. Captura de imágenes. Duración: 5 horas. 

6) Análisis mediante “Image J”. Cuantificación estereológica y densitométrica. Duración: 3 horas.

7) Análisis de los datos obtenidos y evaluación de los conocimientos. Actividades no presenciales.

8) Práctica de un informe profesional en inglés. Actividad opcional. Reconocible por la NTU.

Programme

1) Animal handling, necropsies, sampling, preparing and fixing tissues. Recording data. Good laboratory practice (GLP). Recording observations. Risk and safety in the laboratory. Material safety data sheets (MSDS). 5 hours. 

2) Obtaining sections with cryostat and freezing microtome. Histochemical and histoenzymatic techniques. Routinely staining in Cell Biology. Experimental stroke models. Cell mortality measuring. 10 hours. 

3) Immunocytochemistry. Part 1. Free floating sections immunocytochemistry. Peroxidase and immunofluorescence methods: The labeling with the primary antibody. 6 hours. 

4) Immunocytochemistry. Part 2. Free floating sections immunocytochemistry. Peroxidase and immunofluorescence methods: Labeling and detection with the secondary antibody. 6 hours.

5) Observation in light, confocal and other fluorescence microscopes. Image capture. 5 hours.

6) Analysis image with ImageJ. Stereologic and densitometric quantification. 3 hours.

7) Data analysis and evaluation. No attendant activities.

8) Optional: Practising in writing a professional inform. 5 hours.